乙型肝炎病毒和丙型肝炎病毒对转录因子ATF-1的调节

摘要

N/A

关键词: N/A

N/A

N/A

Correspondence to: N/A

Received: July 12, 2003
Revised: August 10, 2003
Accepted: August 16, 2003
Published online: February 15, 2004

Abstract

N/A

Key Words: N/A

0 引言

乙型肝炎病毒(HBV)和丙型肝炎病毒(HCV)的感染, 不仅引起急、慢性病毒性肝炎, 而且与肝纤维化、肝细胞癌(HCC)的发生密切相关. 虽然HBV和HCV感染与HCC之间的关系已经得到确定, 但是具体的分子生物学机制还不十分清楚. 由于肝炎病毒可以影响肝细胞信号转导, 引起细胞的病变及恶性转化[1], 而激活转录因子-1 (activating transcription factor-1, ATF-1)是重要的细胞信号转导途经中的转录因子, 因此深入研究二者的相互关系对肝炎病毒的发病机制研究有进一步的帮助.

1 激活转录因子-1的结构和功能特点

激活转录因子-1是一种具有碱性－亮氨酸拉链结构(basic leucine zipper, bZIP)的cAMP应答元件结合的蛋白质(cAMP-responsive element binding protein, CREB)家族中的转录因子, 具有广泛的转录调节作用.

1.1 CREB家族

碱性-亮氨酸拉链家族结构的特点是蛋白质分子的肽链上每隔6个氨基酸就有一个亮氨酸残基, 结果就导致这些亮氨酸残基都在α螺旋的同一个方向出现. 两个相同结构的两排亮氨酸残基就能以疏水键结合成二聚体, 该二聚体的另一端的肽段富含碱性氨基酸残基, 借其正电荷与DNA双螺旋链上带负电荷的磷酸基团结合. 若不形成二聚体则对DNA的亲和结合力明显降低. 亮氨酸拉链是最简单的二聚作用界面之一. 他能够介导有高度选择性的, 非常重要的蛋白质结合作用. 他最早是作为C/EBP和 GCN4蛋白中序列以及许多转录因子相互作用的界面而被鉴定和认识的. 这些蛋白质可以识别两类DNA元件: AP-1/TRE和ATF/CRE 序列. AP-1/TRE元件有保守的TGACTCA, 他是一个拟二元对称. 与这个位点结合的蛋白质包括Fos和Jun家族, 他们可以被促进有丝分裂的、诱导分化的和神经原专一的刺激所诱导. 但是, 来自与CREB 家族的转录因子虽然也有亮氨酸拉链, 他们却不与DNA中的AP-1结合位点相互作用, 而去与DNA序列中的ATF/CRE元件结合, 其含有TGACGTCA保守序列, 他是一个二元对称. 与这个位点结合的蛋白质基因的表达与cAMP、钙和病毒所诱导的反应有关

通过利用cAMP应答元件(CRE)寡核苷酸探针筛选细菌λgt11 表达文库[2]和参照纯化的CREB蛋白的氨基酸序列而设计的寡核苷酸引物进行的多聚酶链反应(PCR)扩增[3]得到了CREB的cDNAs. 随后陆续鉴定出CREB家族的另两个成员: ATF-1和cAMP反应元件调节器(cAMP response element modulator, CREM)[4]. CREB家族的这3个成员(CREB、CREM、ATF-1)都包含一致的蛋白激酶A(PKA)磷酸化位点在体内都可被cAMP调节. 经由羧基端的碱性－亮氨酸拉链基序[5], 这也是另外几个核内因子ATF-2、jun、fos、myc[6]的保守序列, CREB, ATF-1、CREM 以二聚体形式结合到DNA上. 尽管亮氨酸拉链的二聚化作用结构域被认为能促进与其他bZIP家族成员的异二聚体形成, 但CREB蛋白家族主要倾向于以同型二聚体形式结合到靶位点[5]. CREB家族成员在将细胞外刺激所诱发的细胞内信号传入细胞核的过程中起着重要的作用. 细胞外的信号(配体)与细胞表面的信号接受装置-受体相互作用, 激活了AMP环化酶, 使细胞内cAMP的量大为增加. cAMP与PKA的调节亚基结合, PKA的催化亚基则将向细胞核移行的CREB蛋白磷酸化. 这时, CREB的第133位丝氨酸残基被磷酸化, CREB也因而活化, 并促使其靶基因表达[7-10]. CREM是一种与CREB高度同源的蛋白, 与CREB均一表达于几种细胞类型不同, 其表达具有细胞特异性[4]. CREM具有显著不同的结构, 是由于在终止密码子的下游存在一个额外的DNA结合域. 通过PCR和RNA酶保护分析鉴定出3种mRNA亚型, 猜测是由于不同的细胞特异性的拼接, 亚型的序列分析表明对于两个DNA结合域存在选择性. CREM同CREB一样能高效特异性结合到CRE元件上, 但相反的是其下调cAMP诱导的转录.

1.2 ATF-1功能特点

ATF-1和CREB整体上大约有70%的同源性, 而在他们的DNA结合域、二聚化作用域和激酶诱导域同源性达到90%[11]. 在激酶可诱导区域中包含许多不同激酶的磷酸化位点[11-21]. 在这一结构域中, 特异性的ATF-1第63位丝氨酸或CREB第133位丝氨酸的磷酸化, 能诱导出其与共激活因子p300和CREB结合蛋白的稳定作用[22-25]. Masson et al[17] 对ATF-1保守序列在体外磷酸化的研究中发现一个或更多关键性丝氨酸残基对于磷酸化诱导的ATF-1的构象改变是必需的. 这些重要的丝氨酸定位于假定的转录激活域, 并且影响ATF-1与DNA结合的稳定性. 有趣的是ATF-1的同型二聚体化和ATF-1与DNA的结合能调节磷酸化. 并且其中一个关键的对于磷酸化必需的丝氨酸残基并不存在于CREB和CREM的保守区域中, 这暗示着其很可能与ATF-1的某些特殊功能有关.

ATF-1与MAPK信号传导途径密切相关. Gupta et al[18]发现表皮生长因子(EGF)诱导c-jun的表达需要ATF-1和c-jun启动子上MEF2位点. c-jun启动子激活需要ATF1第63位丝氨酸的磷酸化. ATF1第63位由丝氨酸到丙氨酸的突变能阻断EGF对转染的c-jun基因的诱导. ATF-1能被丝裂原和应急激活蛋白激酶1(mitogen-and stress-activated protein kinase 1, MSK1)磷酸化, 而MSK1能被EGF和ERK1/2激活. MEK1抑制剂U0126和显负性MEK1进一步表明MSK1的激活和c-jun的诱导需要ERK途径. 相反JNK抑制剂能阻断EGF诱导的 c-jun的表达而不能阻止ATF1的磷酸化. 由此认为MAPK的两条途径, ERK 和JNK 对于EGF诱导的c-jun的表达都是必须的, 但ERK途径承接于ATF-1磷酸化下游. Wiggin et al[19]利用鼠MSK1和MSK2敲除实验发现在原代胚胎纤维细胞中这些激酶对于应激诱导的转录因子CREB和ATF-1磷酸化是必需的, 相反有丝分裂原诱导的这二者的磷酸化明显减少, 但没完全消失. MAPK/p38信号传导途径也参与了ATF-1的磷酸化. Tang et al[20]在利用人类角化细胞研究cAMP反应元件对于UVB 诱导环氧合酶(cyclooxygenase-2, COX-2)转录作用时也证实了此观点. 电泳迁移率分析表明CREB和ATF-1经UVB 治疗后都可磷酸化, SB202190是MAPK/P38抑制剂, 能减少CREB/ATF-1磷酸化抑制COX-2启动子活性. 相反, 叉头蛋白(forskolin)作为腺苷酸环化酶激活剂可导致CREB/ATF-1磷酸化, 进而激活COX-2启动子. 于是经UVB诱导后可观察到磷酸化的CREB/ATF-1与COX-2 CRE的结合增强. 这样UVB诱导的人类COX-2表达的一条信号途径为MAPK/P38激活, 随后CREB/ATF-1磷酸化表现出与DNA结合增强, 从而激活COX-2表达.

ATF-1与多种肿瘤的致癌机制密切相关. BRCA1是一种肺癌和卵巢癌的易感基因, 其氨基端包含环指(ring finger)结构, 能介导蛋白和蛋白间的相互作用, 羧基端能激活转录和RNA聚合酶相互作用. Houvras et al[21]利用酵母双杂交系统证实BRCA1环指和ATF-1间存在相互作用. 在体外, 酵母和人细胞内都能发生生理上的结合. BRCA1不但能促进瞬时转染的包含cAMP反应元件的报告基因的转录, 也能促进自然普通的启动子例如肿瘤坏死因子α的转录, 但这种方式必须依赖cAMP反应元件的完整性. 这些结果表明BRCA1在ATF-1转录激活过程中的作用是通过ATF-1定位于某些靶基因, 这些基因参与了对DNA损伤的转录反应.

与软组织透明细胞肉瘤发生有关的常见染色体 t (12; 22)(q13; q12)的置换移位导致EWS-ATF-1嵌合蛋白形成, 其可作为一种基本转录激活因子. Araya et al[22]认为ATF-1能通过染色体上的置换移位与EWS基因融合而有利于Ewing肉瘤和其他恶性肿瘤的发生. CBP/p300作为转录共激活因子, 能将各种转录因子连接传递到基本转录单位上, 参与了转录激活、细胞生长分化和细胞周期调控. Fujimura et al[23]在此基础上发现EWS-ATF-1结构上无论在体内体外均能与CBP 结合. EWS和ATF-1的融合结构域对于这种相互作用是必需的, 并且EWS-ATF-1可抑制p53/CBP介导的反式激活功能, 而CBP 的过表达能抵消EWS-ATF-1这种抑制作用. 作者认为EWS-ATF-1致癌机制之一就是通过作用于CBP/p300, 进而导致p53功能丧失. 该新型致癌机制可能也是其他相关实体瘤的发生原因.

Jean et al[24]发现在转移性黑色素瘤细胞中ATF-1和CREB的表达是上调的. 并且鉴定出两种可以解释CREB/ATF-1促进转移性显型的作用机制. 其一是通过调节CRE依赖的金属硫蛋白酶MMP-2和黏附分子MCAM/MUC18 基因的表达在肿瘤侵袭过程中发挥重要作用; 在第二条机制中, CREB/ATF-1可作为人类黑色素瘤细胞的生存因子而发挥作用. 通过借助抑制性的抗-ATF-1单链抗体片段(ScFv)在细胞内的表达研究ATF-1活性被破坏的后果, 可见CRE依赖启动子活性明显降低, 在裸鼠中致癌性和转移性显型受到抑制. 抗-ATF-1的ScFv可提高黑色素瘤细胞体外发生凋亡的敏感性, 并能导致裸鼠皮下种植瘤大量死亡, 确证了CREB/ATF-1可作为人类黑色素瘤细胞的生存因子. 该研究结果为抗-ATF-1 ScFv提供了一种可能用途, 即可作为体内肿瘤生长和转移的抑制剂.

2 肝炎病毒与ATF-1的关系研究现状

2.1 乙型肝炎病毒与ATF-1的关系

乙型肝炎病毒的慢性感染是引发肝细胞癌的主要危险因子. 自从1987年Aufiero et al[25]报告了HBxAg的表达能反式激活劳氏肉瘤病毒(RSV)和SV40中的氯霉素乙酰转移酶(CAT)报告基因以来, 很多实验室很快证实了HBxAg对多种同源或异源病毒或细胞的基因转录调节区有反式激活作用, 如HBV增强子/核心启动子、S基因启动子, SV40的增强子及早期启动子, 单纯疱疹病毒胸腺嘧啶核苷激酶(HSV-TK)启动子; 人T淋巴细胞I型病毒(HTLV-1)的长末端重复序列(LTR)、人免疫缺陷病毒I型(HIV-1)、RSV及β-干扰素等的启动子. HBxAg也可反式激活聚合酶(pol)I、II、III启动子[26-27], 很多顺式作用元件也随之被报道与X蛋白有相互作用, 被定义为X 应答元件(XRE), 包括AP-1、AP-2、c/E NF-κB、SRF、BP、Ets、ATF1及CREB. HBxAg可以作为转录的反式激活因子, 也可以与其他反式激活因子相互作用而起效[28-30]. bZip家族、Egr1的反式激活因子都被报道与HBxAg有结合作用.

HBxAg虽然没有对基本转录起作用, 但他能激活转录; 但其对启动子的选择机制也不清楚, pX不能独立结合到核酸分子上, HBxAg可能需要一系列的转录激活因子才能发挥其协同转录激活因子的作用. Williams et al[31]提出一种可能的解释, HBxAg一旦加入转录作用就可与一些反式激活因子如bZip家族相互作用.

Maguire et al[32]等证实了这种猜测, 通过设计体外重组蛋白和DNA结合试验探讨了CREB/ATF与pX蛋白-蛋白相互作用的机制, 报道发现pX能与CREB/ATF家族的碱性亮氨酸拉链区域相结合而非酵母反式激活蛋白Gal4的DNA结合域, 并且虽然这种结合不能改变CRES/ATF形成二聚体的速率, 但能增加CREB/ATF与CRE元件的亲和性, 在经pX转染PC12细胞系时, 受叉头蛋白刺激后生长抑素启动子的转录活性增加15倍, 这个结果有力支持了X-CREB/ATF蛋白-蛋白相互作用具有重要意义.

2.2 丙型肝炎病毒与ATF-1的关系

丙型肝炎病毒核心蛋白是一种结构蛋白, 具有多种生物学调节作用, 与MAPK信号转导的调节有密切关系. MAPK信号转导系统在细胞的增生、恶性转化和应激应答的调节中具有重要作用. HCV核心蛋白具有潜在的致瘤作用, 但机制目前不十分清楚. MAPK细胞外信号调节激酶(ERK)的激酶(MEK)-ERK信号转导途径以及其下游的靶基因, 即血清应答元件(SRE), 在BALB/3T3表达HCV核心蛋白时被激活. 为了阐明HCV核心蛋白激活MEK-ERK途径的机制, Huang et al[33]以HCV核心蛋白瞬时转染几种不同的细胞系, 并应用Gal4-Elk1萤虫素酶报告基因表达载体、体外MAPK的Western blot杂交分析对其信号转导途径进行了研究. 发现存在有丝分裂原刺激时, HCV核心蛋白可增强MEK下游的Elk1的激活, 而对ERK活性及Elk1的磷酸化没有影响. 研究结果表明HCV核心蛋白可通过经典的磷酸化修饰链激活Elk1. 说明HCV感染引起肝细胞发生恶性转化的可能机制之一.

HCV感染与HCC有关, 而HCC的发生与MAPK/ERK信号转导途径有关, 因此, Pileri et al[34]研究了HCV核心蛋白对MAPK/ERK级联反应的影响. HCV核心蛋白可显著激活MAPK/ERK的级联反应, 包括Elk1. HCV核心蛋白单独情况下就可以激活MAPK/ERK. 有趣的是, Elk1的活性在受到促癌因子12-O-四葵酸佛波乙酯(12-O-tetradecanoyl phorbol 13-acetate, TPA)的作用下进一步升高, 但表达HCV核心蛋白的NIH 3T3和HepG2细胞受到EGF和肿瘤坏死因子α(TGFα)的刺激后, 没有进一步的升高. HCV核心蛋白对MAPK/ERK的激活作用, 当受到MEK1特异性抑制剂PD98059时则被阻断. 这些研究结果表明, HCV核心蛋白激活ERK是肝细胞有丝分裂原介导的信号非依赖性的, 但与TPA有协同作用. HCV核心蛋白可能存在对MEK1的调节作用, 或者对更为上游的信号转导环节产生影响.

3 肝炎病毒与ATF-1的关系研究

由于所有的细胞内外的信号最终都转递到细胞核内, 而在细胞核内, 一个非常重要的事件, 或者可以说是信号转导的一个最终的直接结果造就了一批调节基因表达的转录因子. 他们与各种基因的调控元件结合, 调节基因的表达和功能蛋白质的产生. 因此, 转录因子的异常表达也会导致疾病发生. 肝炎病毒作为一种生物学信号可以影响细胞信号转导, 引起细胞的病变及恶性转化[1], 而作为一种重要的基本转录因子ATF-1, 越来越多的研究表明其是肝炎病毒信号转导通路中的关键一环, 例如: 如前所述ATF-1与MAPK信号传导途径密切相关, 在细胞内外各种刺激激活MAPK信号途径后其作为一种转录激活因子承接了下游的信号转导任务, 而作为MAPK上游的刺激因子的肝炎病毒是否通过MAPK信号途径介导与ATF-1构成连贯的信号转导路径, 这方面的研究未见报道.

目前关于肝炎病毒与ATF-1信号转导通路上的系统有序, 明确的级联反应过程还不清楚, 因为信号转导通路是很复杂和多向的, 深入认识信号转导通路的过程及其中激酶活性的调节机制还有许多工作要做, 但通过研究肝炎病毒与ATF-1的关系启发了我们通过调节控制信号转导通路来治疗疾病的设想. 因为信号转导通路上的各个反应相互衔接, 有序地依次进行, 直至完成. 其间, 任何步骤的中断或者出错, 都将给细胞, 乃至机体带来重大的灾难性后果; 并且随着对肿瘤的细胞生物学和分子生物学的研究深入, 尤其是认识到许多癌基因的产物就是转录因子, 他们对细胞的增生、分化、死亡和转化起到非常重要的调节作用, 因此完全有可能设计出以信号转导通路中起调节介导作用的信号分子为靶的药物, 一些专门针对信号转导通路中激酶的药物和针对配基或者受体的药物, 当然这方面的设想还很初步, 大量艰苦复杂的研究工作有待完成.

备注

编辑: N/A

参考文献

1.	成 军. 肿瘤相关基因. 第1版. 北京: 北京医科大学出版社 1999; 29-60.  [PubMed]  [DOI]

2.	Hoeffler JP, Meyer TE, Yun Y, Jameson JL, Habener JF. Cyclic AMP-responsive DNA-binding protein: structure based on a cloned placental cDNA. Science. 1988;242:1430-1433.  [PubMed]  [DOI]

3.	Gonzalez GA, Yamamoto KK, Fischer WH, Karr D, Menzel P, Biggs W 3rd, Vale WW, Montminy MR. A cluster of phosphorylation sites on the cyclic AMP-regulated nuclear factor CREB predicted by its sequence. Nature. 1989;337:749-752.  [PubMed]  [DOI]

4.	Foulkes NS, Borrelli E, Sassone-Corsi P. CREM gene: use of alternative DNA-binding domains generates multiple antagonists of cAMP-induced transcription. Cell. 1991;64:739-749.  [PubMed]  [DOI]

5.	Dwarki VJ, Montminy M, Verma IM. Both the basic region and the 'leucine zipper' domain of the cyclic AMP response element binding (CREB) protein are essential for transcriptional activation. EMBO J. 1990;9:225-232.  [PubMed]  [DOI]

6.	Landschulz WH, Johnson PF, McKnight SL. The leucine zipper: a hypothetical structure common to a new class of DNA binding proteins. Science. 1988;240:1759-1764.  [PubMed]  [DOI]

7.	Gonzalez GA, Yamamoto KK, Fischer WH, Karr D, Menzel P, Biggs W 3rd, Vale WW, Montminy MR. A cluster of phosphorylation sites on the cyclic AMP-regulated nuclear factor CREB predicted by its sequence. Nature. 1989;337:749-752.  [PubMed]  [DOI]

8.	Hoeffler JP, Meyer TE, Yun Y, Jameson JL, Habener JF. Cyclic AMP-responsive DNA-binding protein: structure based on a cloned placental cDNA. Science. 1988;242:1430-1433.  [PubMed]  [DOI]

9.	Montminy MR, Bilezikjian LM. Binding of a nuclear protein to the cyclic-AMP response element of the somatostatin gene. Nature. 1987;328:175-178.  [PubMed]  [DOI]

10.	Yamamoto KK, Gonzalez GA, Biggs WH 3rd, Montminy MR. Phosphorylation-induced binding and transcriptional efficacy of nuclear factor CREB. Nature. 1988;334:494-498.  [PubMed]  [DOI]

11.	Lee KA, Masson N. Transcriptional regulation by CREB and its relatives. Biochim Biophys Acta. 1993;1174:221-233.  [PubMed]  [DOI]

12.	Lee KA, Masson N. Transcriptional regulation by CREB and its relatives. Biochim Biophys Acta. 1993;1174:221-233.  [PubMed]  [DOI]

13.	Chrivia JC, Kwok RP, Lamb N, Hagiwara M, Montminy MR, Goodman RH. Phosphorylated CREB binds specifically to the nuclear protein CBP. Nature. 1993;365:855-859.  [PubMed]  [DOI]

14.	Kwok RP, Lundblad JR, Chrivia JC, Richards JP, Bächinger HP, Brennan RG, Roberts SG, Green MR, Goodman RH. Nuclear protein CBP is a coactivator for the transcription factor CREB. Nature. 1994;370:223-226.  [PubMed]  [DOI]

15.	Lee JS, Zhang X, Shi Y. Differential interactions of the CREB/ATF family of transcription factors with p300 and adenovirus E1A. J Biol Chem. 1996;271:17666-17674.  [PubMed]  [DOI]

16.	Shimomura A, Ogawa Y, Kitani T, Fujisawa H, Hagiwara M. Calmodulin-dependent protein kinase II potentiates transcriptional activation through activating transcription factor 1 but not cAMP response element-binding protein. J Biol Chem. 1996;271:17957-17960.  [PubMed]  [DOI]

17.	Masson N, John J, Lee KA. In vitro phosphorylation studies of a conserved region of the transcription factor ATF1. Nucleic Acids Res. 1993;21:4166-4173.  [PubMed]  [DOI]

18.	Gupta P, Prywes R. ATF1 phosphorylation by the ERK MAPK pathway is required for epidermal growth factor-induced c-jun expression. J Biol Chem. 2002;277:50550-50556.  [PubMed]  [DOI]

19.	Wiggin GR, Soloaga A, Foster JM, Murray-Tait V, Cohen P, Arthur JS. MSK1 and MSK2 are required for the mitogen- and stress-induced phosphorylation of CREB and ATF1 in fibroblasts. Mol Cell Biol. 2002;22:2871-2881.  [PubMed]  [DOI]

20.	Tang Q, Chen W, Gonzales MS, Finch J, Inoue H, Bowden GT. Role of cyclic AMP responsive element in the UVB induction of cyclooxygenase-2 transcription in human keratinocytes. Oncogene. 2001;20:5164-5172.  [PubMed]  [DOI]

21.	Houvras Y, Benezra M, Zhang H, Manfredi JJ, Weber BL, Licht JD. BRCA1 physically and functionally interacts with ATF1. J Biol Chem. 2000;275:36230-36237.  [PubMed]  [DOI]

22.	Araya N, Hirota K, Shimamoto Y, Miyagishi M, Yoshida E, Ishida J, Kaneko S, Kaneko M, Nakajima T, Fukamizu A. Cooperative interaction of EWS with CREB-binding protein selectively activates hepatocyte nuclear factor 4-mediated transcription. J Biol Chem. 2003;278:5427-5432.  [PubMed]  [DOI]

23.	Fujimura Y, Siddique H, Lee L, Rao VN, Reddy ES. EWS-ATF-1 chimeric protein in soft tissue clear cell sarcoma associates with CREB-binding protein and interferes with p53-mediated trans-activation function. Oncogene. 2001;20:6653-6659.  [PubMed]  [DOI]

24.	Jean D, Bar-Eli M. Targeting the ATF-1/CREB transcription factors by single chain Fv fragment in human melanoma: potential modality for cancer therapy. Crit Rev Immunol. 2001;21:275-286.  [PubMed]  [DOI]

25.	Aufiero B, Schneider RJ. The hepatitis B virus X-gene product trans-activates both RNA polymerase II and III promoters. EMBO J. 1990;9:497-504.  [PubMed]  [DOI]

26.	Twu JS, Robinson WS. Hepatitis B virus X gene can transactivate heterologous viral sequences. Proc Natl Acad Sci U S A. 1989;86:2046-2050.  [PubMed]  [DOI]

27.	Seto E, Mitchell PJ, Yen TS. Transactivation by the hepatitis B virus X protein depends on AP-2 and other transcription factors. Nature. 1990;344:72-74.  [PubMed]  [DOI]

28.	Faktor O, Budlovsky S, Ben-Levy R, Shaul Y. A single element within the hepatitis B virus enhancer binds multiple proteins and responds to multiple stimuli. J Virol. 1990;64:1861-1863.  [PubMed]  [DOI]

29.	Wang HD, Trivedi A, Johnson DL. Regulation of RNA polymerase I-dependent promoters by the hepatitis B virus X protein via activated Ras and TATA-binding protein. Mol Cell Biol. 1998;18:7086-7094.  [PubMed]  [DOI]

30.	Haviv I, Shamay M, Doitsh G, Shaul Y. Hepatitis B virus pX targets TFIIB in transcription coactivation. Mol Cell Biol. 1998;18:1562-1569.  [PubMed]  [DOI]

31.	Williams JS, Andrisani OM. The hepatitis B virus X protein targets the basic region-leucine zipper domain of CREB. Proc Natl Acad Sci USA. 1995;92:3819-3823.  [PubMed]  [DOI]

32.	Maguire HF, Hoeffler JP, Siddiqui A. HBV X protein alters the DNA binding specificity of CREB and ATF-2 by protein-protein interactions. Science. 1991;252:842-844.  [PubMed]  [DOI]

33.	Huang JM, Huang TH, Qiu HY, Fang XW, Zhuang TG, Qiu JW. Studies on the integration of hepatitis B virus DNA sequence in human sperm chromosomes. Asian J Androl. 2002;4:209-212.  [PubMed]  [DOI]

34.	Pileri P, Uematsu Y, Campagnoli S, Galli G, Falugi F, Petracca R, Weiner AJ, Houghton M, Rosa D, Grandi G. Binding of hepatitis C virus to CD81. Science. 1998;282:938-941.  [PubMed]  [DOI]