趋化因子与肝病的研究进展

摘要

近年来, 趋化因子(Chemokines)在肝病发病机制中的作用越来越受到重视. 大量研究表明, 趋化因子在各种肝损伤中表达上调. 通过应用趋化因子抑制剂, 特异性趋化因子缺陷动物模型以及调控趋化因子受体等方法, 趋化因子与炎症细胞浸润的密切关系得以证实. 而在肝脏慢性炎症中, 炎症因子、生长因子、氧应激及其产物等刺激因素促进趋化因子的表达. 高表达的趋化因子能激活肝星状细胞(HSC)参与肝纤维化甚至肝硬化的形成. 由于趋化因子有促进血管生成和新生物增生的作用, 其与肿瘤的关系也成为研究的热点.本文将阐述趋化因子在酒精性肝病, 肝纤维化, 肝硬化和肝癌中的作用机制.

关键词: N/A

N/A

N/A

Correspondence to: N/A

Received: November 12, 2002
Revised: November 20, 2002
Accepted: November 29, 2002
Published online: July 15, 2003

Abstract

N/A

Key Words: N/A

0 引言

趋化因子是一系列结构相似、分子量约为8-10 kD、具有趋化功能的细胞因子. 研究表明趋化因子参与肝脏炎症发生、血管生成、免疫反应、新生物增生、纤维化形成, 甚至与肝硬化有关. 本文就趋化因子与酒精性肝病, 肝纤维化, 肝硬化和肝癌的关系作一综述.

1 趋化因子及其受体

目前已知的趋化因子有40种, 他们可分为4个亚族: CXC趋化因子又称为α趋化因子, 其氨基酸序列中4个保守半胱氨酸(Cys)的前两个之间有一个其他氨基酸相隔; CC趋化因子又称为β趋化因子, 前两个Cys之间没有氨基酸相隔; C趋化因子又称为γ趋化因子, 没有第一个和第三个Cys; CX3C趋化因子的前两个Cys之间有3个氨基酸相隔, 也称为fractalkine. 其中CXC趋化因子根据其结构又可分为2组: ELR组的第一个Cys前是谷氨酸-亮氨酸-精氨酸(Glu-Leu-Arg, ELR), 主要诱导中性粒细胞趋化; 非ELR组主要诱导淋巴细胞趋化. 一些其他细胞因子也具有趋化活性, 能诱导不同的细胞趋化, 但其主要作用不是诱导细胞趋化. 趋化因子受体含有7个富含疏水氨基酸的α螺旋穿膜结构, 经异源三聚体G蛋白传递信号, 属视紫红质样G蛋白耦联受体超家族成员. 根据受体结合的趋化因子种类不同将受体称为CXCR(结合于CXC上)、CCR(结合于CC上)、XCR(结合于Ｃ上)及CX3CR(结合于CX3C上)(见表1).

表1 趋化因子亚族及受体.

亚族	受体
CXC(α亚族)
GRO growth related gene, 生长相关基因	CXCR2
ENA-78 m-78 residue epithelial cell-derived neutrophil-activator, 上皮细胞来源的78氨基酸中性粒细胞活化剂	CXCR1, CXCR2
IL-8 interfeukin-8, 白介素-8	CXCR1, CXCR2
CINC cytokine-induced neutrophil chemoattractant, 细胞因子诱导的中性粒细胞趋化物	CXCR1, CXCR2
IP-10 interferon-inducible protein-10, γ-干扰素诱生蛋白-10	CXCR3
MIG monokine inducible by γ-interferon, γ-干扰素诱生的单核因子	CXCR3
SDF-1α stromal cell-derived factor 1α, 基质细胞来源的因子-1α	CXCR4
CC(β亚族)
MIP macrophage inflammatory protein, 巨噬细胞炎症蛋白	CCR1, CCR5
MCP monocyte chemoattractant protein, 单核细胞趋化蛋白	CCR1, CCR2
	CCR3, CCR5
C(γ亚族)
Lymphotacin, 淋巴细胞趋化素	XCR1
CX3C
Fractalkine, 神经趋化素	CX3CR1

本表仅涉及文中出现的趋化因子及受体.

2 趋化因子与酒精性肝病

酒精性肝炎以肝脏广泛的炎症细胞浸润为特征, 并可进一步发展为酒精性肝纤维化及肝硬化. 一般认为, 以中性粒细胞为主的炎症细胞在弹性蛋白酶和其他因素的作用下造成肝损伤, 因此许多研究集中在对中性粒细胞有趋化作用的ELR组CXC趋化因子上, 尤其是白介素-8(Interfeukin-8, IL-8)的作用. Sheron et al[1]比较不同程度的酒精性肝病(ALD)和非酒精性肝损伤患者血清及血浆趋化因子水平. 他们发现酒精性肝炎患者IL-8水平增高, 并且预后差, 其肝组织匀浆中IL-8的浓度是其他ALD患者的10倍. 另外一项研究也有相同报道, 并认为IL-8水平增高具有可逆性, 在酒精性肝炎恢复期下降[2]. 酒精性肝炎患者血清IL-8的水平与粒细胞浸润的严重程度相关.根据对酒精性肝炎患者长期随访的结果发现, 高水平IL-8的患者往往在2 a内死亡[3].

用免疫标记的方法测定酒精性肝炎患者肝组织中IL-8水平, 发现呈弥漫性增高[1], 这可能是肝细胞产生IL-8增加所致. 在培养的肝细胞中加入乙醇后产生许多趋化性物质, 其中一种物质的活性能被IL-8抗体所检测[4]. 另外, 被细胞因子或脂多糖激活的大鼠肝细胞和Kupffer细胞可产生细胞因子诱导的中性粒细胞趋化物(cytokine-induced neutrophil chemoattractant, CINC), 这是IL-8的一种同系物.但乙醇并不能直接刺激细胞产生趋化因子, 只有在一定条件下, 乙醇才能介导肝细胞和Kupffer细胞的活化而产生趋化物质. 而氧应激和脂质过氧化产物也许能够直接激活IL-8系统. Nanji et al[5]发现在用乙醇和不饱和脂肪酸喂养的大鼠中脂质过氧化产物增加, NF-κB被激活, CC和CXC趋化因子表达上调. 另外一些证据表明, 氧应激和脂质过氧化产物能介导单核细胞趋化蛋白-1(MCP-1)表达上调, 并证明丙二醛-乙醛蛋白加合物(adduction of soluble proteins with malondialdehyde-acetaldehyde, MAA)刺激Kupffer细胞分泌MCP-1. 这些加合物在ALD动物模型和患者中均存在, 他们可能参与ALD的发病机制[6].

在不同程度的ALD中趋化因子的产生部位也不相同[7]. 在酒精性肝炎中以肝细胞表达趋化因子mRNA为主, 而在酒精性肝硬化中则以肝非实质细胞表达为主.这个结果与所观察到的炎症细胞浸润在酒精性肝炎时主要发生在肝实质, 而在酒精性肝硬化时主要发生在肝间质相一致.

CXC趋化因子, 特别是IL-8介导粒细胞趋化和参与组织损伤最直接的证据是, 通过腺病毒转染的肝细胞过度表达CINC与炎症细胞浸润程度及肝谷丙转氨酶(ALT)、谷草转氨酶(AST)增加密切相关[8]. 但IL-8并不是ALD中发挥作用的唯一趋化因子, 据报道ALD患者血清生长相关基因-α(GRO-α)水平增高与粒细胞浸润有关[9]. 而在酒精性肝炎患者中则发现单核细胞可产生大量CC趋化因子, 如MCP-1和MIP-1, 他们都能介导单核细胞及淋巴细胞的趋化[10]. 最近有报道乙醇喂养的大鼠血浆和肝组织中巨噬细胞炎症蛋白(MIP-2)和CINC表达下调, 并伴有继发性内毒素中毒[11]. 这项研究表明, 乙醇过量摄入所导致的趋化因子反应低下也许是ALD患者易于感染的原因之一.

3 趋化因子与肝纤维化、肝硬化

肝纤维化是多种肝病共同的病理过程, 是机体抗损伤的一种反应. 若肝纤维化得不到控制, 最终发展为肝硬化. 研究证明肝星状细胞(HSC)是肝纤维化发生的关键细胞. HSC细胞增生、α-平滑肌动蛋白(a-SMA)表达、脂滴消失和其他细胞外基质的形成是活动型HSC的表型, HSC由"静止型"转化为"活动型"后直接参与了胶原的合成、降解和细胞外基质的沉积等. 但静止型和活化型HSC均能被诱导产生趋化因子. TNF能够激活静止型HSC产生MCP-1, 而活化型HSC则能被氧应激和脂质过氧化产物所诱导[12]. 整合素和TGF-β在HSC表达MCP-1的过程中也可能起一定作用[13]. 活化型HSC分泌TGF-β, 后者通过自分泌作用于HSC而产生MCP-1和大量细胞基质. 整合素与细胞基质中的相应整合素配体结合, 进一步诱导趋化因子的产生. Czaja et al[14]用CCL₄慢性刺激大鼠肝细胞, 证明MCP-1主要在HSC中表达.在人类慢性肝病中, 用免疫组化技术和原位杂交技术也可检测到HSC表达MCP-1[15]. 因此MCP-1在肝纤维化的发生中可能起到一定作用.

另外一些研究则集中在HSC所产生的MIP-1和CINC的作用上. Sprenger et al[16]首次报道HSC产生介导中性粒细胞的趋化物. 用抗MIP-2特异性抗体能够减少这种趋化物的产生, 而用特异性ELISA可检测到HSC上清液中的MIP-2, 并且MIP-2的表达依赖HSC的活化. Maher et al[17]则在摄入CCL₄和胆管结扎术的大鼠肝硬化模型中发现HSC表达CINC增加. 其机制可能是细胞因子如IL-1和TNF-α激活了NF-κB而使HSC活化, 活化型HSC产生趋化因子MIP-1和CINC等, 并促进肝纤维化的形成.

最近有研究表明, 无论HSC是否活化, 过氧化物酶体增生物激活受体-γ(peroxisome proliferator activated receptorγ, PPAR-γ)拮抗剂可阻断信号传递通路而显著下调MCP-1的表达[18]. 花生四烯酸代谢产物中的炎症介递诱导HSC表达MCP-1, 应用环氧合酶抑制剂能下调由IL-1或TNFα所诱导的HSC中MCP-1的表达. 通过细胞转染高表达CD40配体的HSC能产生MCP-1和IL-8, 这表明免疫系统也可能参与肝纤维化的形成[19].

一些证据还表明趋化因子直接参与HSC的生物学功能. Bonacchi et al[20]认为活化后的人HSC能表达CXC趋化因子, CXC趋化因子与其相应受体结合介导人HSC的迁移, 并激活Ras/ERK和PI3-K/Akt细胞间信号通路. 初步资料表明这些信号通路能抑制HSC的凋亡, 在肝损伤后参与肝纤维化的形成. 总之, 趋化因子通过介导HSC的多种作用参与肝组织的损伤修复, 这可能是肝慢性炎症和纤维化形成的关键因素.

4 趋化因子与肝癌

近年来趋化因子与肿瘤的关系一直是研究的热点. 肿瘤细胞产生的趋化因子能够介导巨噬细胞和淋巴细胞趋化到肿瘤部位参与特异性宿主抗肿瘤免疫反应. Yoong et al分析了肝细胞癌标本中CXC和CC趋化因子的表达, 并免疫标记了γ干扰素诱生的单核因子(monokine inducible by γ-interferon, Mig), IL-8, MIP-1α和MIP-1β. 这些趋化因子的产生与浸润在肿瘤部位的淋巴细胞高表达CXCR3和CCR5密切相关, 而当应用抗CXCR3或CCR5抗体则能够减轻这种浸润.

趋化因子还参与到肿瘤血管生成、转移、肝细胞再生等生物学功能的调节. 在肝细胞癌中, 许多趋化因子, 如ELR组CXC趋化因子可以促进肿瘤血管生成, 而非ELR组CXC趋化因子, 特别是γ干扰素诱生蛋白-10 (IP-10)和Mig则有拮抗血管生成的作用. 有研究报道基质细胞来源的因子-1α(stromal cell-derived factor 1α, SDF-1α)与CXCR4的相互作用与乳腺癌转移到淋巴结、肺、肝和骨髓有关, 这表明某些趋化因子可能促进恶性肿瘤的转移. 另外一些研究认为趋化因子能够调控肝细胞的再生过程, 并可能与促进肿瘤细胞的增生有关. IL-8能刺激分离的肝细胞和肝癌细胞产生急性期蛋白(AP), 他与AP呈剂量依赖性关系. 更为重要的证据是, CXC趋化因子IL-8, 上皮细胞来源的中性粒细胞趋化物78(ENA-78)和MIP-2可以促进分离的大鼠肝细胞增生, 而且在大鼠2/3肝切除术后这些趋化因子表达上调. 有人在摄入醋氨沙洛的急性肝损伤模型中发现, 即使10 h后给中毒小鼠注射IL-8、ENA-78或MIP-2也能减轻肝损伤, 因此趋化因子可能参与肝细胞的再生过程.

肝内皮细胞和胆管上皮细胞在胚胎期表达SDF-1α, 后者有介导出生前B淋巴细胞趋化的作用. 有研究报道在肝癌中癌组织SDF-1α的表达比癌旁正常组织少, 癌细胞能够阻止SDF-1α和CXCR4结合所介导的信号传递, 但确切机制尚不清楚.

总之, 虽然趋化因子介导炎症细胞趋化的作用已经明确, 但仍有许多问题尚未阐明. 在肝病中各种趋化因子之间是如何相互调控的, 趋化因子与免疫反应的关系, 以及他们在肝纤维化和肝硬化中的具体机制都有待更深入的研究. 趋化因子抑制剂可能成为治疗某些肝病的一种新方法. 因此, 对趋化因子与肝病的研究必将有助于进一步掌握肝病的发病机制、发生发展过程以及治疗等.

备注

$[Footnotes]

参考文献

1.	Sheron N, Bird G, Koskinas J, Portmann B, Ceska M, Lindley I, Williams R. Circulating and tissue levels of the neutrophil chemotaxin interleukin-8 are elevated in severe acute alcoholic hepatitis, and tissue levels correlate with neutrophil infiltration. Hepatology. 1993;18:41-46.  [PubMed]  [DOI]

2.	Hill DB, Marsano LS, McClain CJ. Increased plasma interleukin-8 concentrations in alcoholic hepatitis. Hepatology. 1993;18:576-580.  [PubMed]  [DOI]

3.	Huang YS, Chan CY, Wu JC, Pai CH, Chao Y, Lee SD. Serum levels of interleukin-8 in alcoholic liver disease: relationship with disease stage, biochemical parameters and survival. J Hepatol. 1996;24:377-384.  [PubMed]  [DOI]

4.	Shiratori Y, Takada H, Hikiba Y, Nakata R, Okano K, Komatsu Y, Niwa Y, Matsumura M, Shiina S, Omata M. Production of chemotactic factor, interleukin-8, from hepatocytes exposed to ethanol. Hepatology. 1993;18:1477-1482.  [PubMed]  [DOI]

5.	Nanji AA, Jokelainen K, Rahemtulla A, Miao L, Fogt F, Matsumoto H, Tahan SR, Su GL. Activation of nuclear factor kappa B and cytokine imbalance in experimental alcoholic liver disease in the rat. Hepatology. 1999;30:934-943.  [PubMed]  [DOI]

6.	Kharbanda KK, Todero SL, Shubert KA, Sorrell MF, Tuma DJ. Malondialdehyde-acetaldehyde protein adducts increase secretion of chemokines by rat hepatic stellate cells. Alcohol. 2001;25:123-128.  [PubMed]  [DOI]

7.	Afford SC, Fisher NC, Neil DA, Fear J, Brun P, Hubscher SG, Adams DH. Distinct patterns of chemokine expression are associated with leukocyte recruitment in alcoholic hepatitis and alcoholic cirrhosis. J Pathol. 1998;186:82-89.  [PubMed]  [DOI]

8.	Maher JJ, Scott MK, Saito JM, Burton MC. Adenovirus-mediated expression of cytokine-induced neutrophil chemoattractant in rat liver induces a neutrophilic hepatitis. Hepatology. 1997;25:624-630.  [PubMed]  [DOI]

9.	Maltby J, Wright S, Bird G, Sheron N. Chemokine levels in human liver homogenates: associations between GRO alpha and histopathological evidence of alcoholic hepatitis. Hepatology. 1996;24:1156-1160.  [PubMed]  [DOI]

10.	Fisher NC, Neil DA, Williams A, AdamsDH . Serum concentrations and peripheral secretion of the beta chemokines monocyte chemoattractant protein 1 and macrophage inflammatory protein 1 alpha in alcoholic liver disease. Gut. 1999;45:416-420.  [PubMed]  [DOI]

11.	Zhang P, Bagby GJ, Boe DM, Zhong Q, Schwarzenberger P, Kolls JK, Summer WR, Nelson S. Acute alcohol intoxication suppresses the CXC chemokine response during endotoxemia. Alcohol Clin Exp Res. 2002;26:65-73.  [PubMed]  [DOI]

12.	Sprenger H, Kaufmann A, Garn H, Lahme B, Gemsa D, Gressner AM. Differential expression of monocyte chemotactic protein-1 (MCP-1) in transforming rat hepatic stellate cells. J Hepatol. 1999;30:88-94.  [PubMed]  [DOI]

13.	Marra F, Pastacaldi S, Romanelli RG, Pinzani M, Ticali P, Carloni V, Laffi G, Gentilini P. Integrin-mediated stimulation of monocyte chemotactic protein-1 expression. FEBS Lett. 1997;414:221-225.  [PubMed]  [DOI]

14.	Czaja MJ, Geerts A, Xu J, Schmiedeberg P, Ju Y. Monocyte chemoattractant protein 1 (MCP-1) expression occurs in toxic rat liver injury and human liver disease. J Leukoc Biol. 1994;55:120-126.  [PubMed]  [DOI]

15.	Marra F, DeFranco R, Grappone C, Milani S, Pastacaldi S, Pinzani M, Romanelli RG, Laffi G, Gentilini P. Increased expression of monocyte chemotactic protein-1 during active hepatic fibrogenesis: correlation with monocyte infiltration. Am J Pathol. 1988;152:423-430.  [PubMed]  [DOI]

16.	Sprenger H, Kaufmann A, Garn H, Lahme B, Gemsa D, Gressner AM. Induction of neutrophil-attracting chemokines in transforming rat hepatic stellate cells. Gastroenterology. 1997;113:277-285.  [PubMed]  [DOI]

17.	Maher JJ, Lozier JS, Scott MK. Rat hepatic stellate cells produce cytokine-induced neutrophil chemoattractant in culture and in vivo. Am J Physiol. 1998;275:G847-G853.  [PubMed]  [DOI]

18.

Marra F, Efsen E, Romanelli RG, Caligiuri A, Pastacaldi S, Batignani G, Bonacchi A, Caporale R, Laffi G, Pinzani M. Ligands of peroxisome proliferator-activated receptor gamma modulate profibrogenic and proinflammatory actions in hepatic stellate cells. Gastroenterology. 2000;119:466-478.  [PubMed]  [DOI]

19.	Schwabe RF, Schnabl B, Kweon YO, Brenner DA. CD40 activates NF-kappa B and c-Jun N-terminal kinase and enhances chemokine secretion on activated human hepatic stellate cells. J Immunol. 2001;166:6812-6819.  [PubMed]  [DOI]

20.

Bonacchi A, Romagnani P, Romanelli RG, Efsen E, Annunziato F, Lasagni L, Francalanci M, Serio M, Laffi G, Pinzani M. Signal transduction by the chemokine receptor CXCR3. Activation of Ras/ERK, Src and phosphatidylinositol 3-kinase/Akt controls cell migration and proliferation in human vascular pericytes. J Biol Chem. 2001;276:9945-9954.  [PubMed]  [DOI]